Cyanophagen

Die Einteilung der Viren in Sys­te­matiken ist kontinuier­licher Gegen­stand der For­schung. So existieren neben- und nach­einander ver­schie­dene Virus­klas­sifi­kationen sowie die offi­zielle Virus-Taxo­nomie des Inter­national Com­mit­tee on Taxo­nomy of Viruses (ICTV). Die hier be­han­delte Grup­pe ist als Taxon durch neue For­schungen ob­solet ge­wor­den oder aus an­deren Grün­den nicht Teil der offi­ziel­len Virus-Taxo­nomie.

EM-Aufnahmen von Virionen der Pro­chloro­coccus-Cyano­phagen P-SSM2 (Myoviren der Gat­tung Salacisa­virus; oben) und P-SSM4 (Myo­viren der Gat­tung Ronodor­virus; unten) – jeweils mit ge­strecktem Schwanz (links) und kon­trahiertem Schwanz (rechts). Man beachte die T4-ähnliche Morpho­logie mit Kapsid, Grund­platte und kontraktilem Schwanz, typisch für Myo­viren. Balken jeweils 100 nm.

Cyanophagen sind eine nicht-taxonomische Gruppe von Viren, die Cyanobakterien (auch Blaugrünbakterien, veraltet Cyanophyten oder Blaualgen) infizieren. Sie werden daher als Bakteriophagen klassifiziert.

Cyanobakterien sind ein Phylum von Bakterien, die ihre Energie durch den Prozess der Photosynthese gewinnen.[1][2] Obwohl Cyanobakterien wie eukaryotische Pflanzen einen photoautotrophen Stoffwechsel haben, besitzen sie als echte Bakterien eine prokaryotische Zellstruktur. Cyanophagen kommen sowohl im Süß- als auch im Salzwasser (Meerwasser) vor.[3]

Die meisten bekannten Cyanophagen gehören zur Virusklasse der Caudoviricetes – Viren mit Kopf-Schwanz-Aufbau (Ausnahmen sind die filamentösen Cyanophagen und die ikosaedrischen Cyanophagen). Sie haben einen ikosaedrischen Kopf (Kapsid), der das virale Genom in Form doppelsträngiger DNA (dsDNA) enthält, und an dem der Schwanz über Verbindungsproteine befestigt ist. Die Größe des Kopfes und des Schwanzes variiert zwischen den verschiedenen Arten (Spezies) von Cyanophagen.[4]

Die herkömmliche Klassifizierung teilt die Viren mit Kopf-Schwanz-Aufbau (die heutige Klasse Caudoviricetes) ein nach morphologischen Kriterien (Schwanzlänge, Kontraktibilität) in Myoviren, Podoviren und Siphoviren, dieser Morphotypen wurden früher als Familien klassifiziert. Dieser Taxonomie folgte dann der damalige Vorschlag für die Cyanophagen mit den informellen Gattungen „Cyanomyovirus“, „Cyanopodovirus“ respektive „Cyanostylovirus“ (für die Siphoviren unter den Cyanophagen). Die heutige Virus-Taxonomie gründet sich aber immer mehr auf Genom-Sequenzierung statt auf morphologische Kriterien, weil diese die Verwandtschaftsbeziehungen besser wiedergeben und andernfalls Ergebnisse der Metagenomik gar nicht eingeordnet werden können. In der Konsequenz hat das International Committee on Taxonomy of Viruses (ICTV) im März 2022 die früheren Familien Myoviridae, Podoviridae und Siphoviridae als Taxa abgeschafft; die Caudoviricetes werden nach den aktuellen genomischen Kriterien neu in Ordnungen und Familien aufgeteilt. Die Bezeichnungen Myoviren, Podoviren und Siphoviren haben daher nur noch zur Bezeichnung der betreffenden Morphotypen Bestand. Die drei obigen informellen Gattungen stellen damit auch eine nicht-taxonomische Klassifizierung nach Morphologie und Wirten dar. Viele Cyanomyoviren werden beispielsweise in der 2022 neu eingerichteten Familie Kyanoviridae erfasst, viele Cyanopodoviren in den Familien Autographiviridae (dirt insbesondere in der Unterfamilie Studiervirinae)[5][6] und Saffermanviridae,[7] für Cyanostyloviren wurde eine Familie „Cyanostyloviridae“ (bzw. kurz „Styloviridae“) vorgeschlagen.[8]

Forschungsgeschichte

Cyanophagen wurden erstmals von Safferman und Morris im Jahr 1963 beschrieben.[9][1][10][11] Der von Safferman und Morris damals isolierte Cyanophage stammte aus einem Abwasserteich (en. waste stabilization pond) der Indiana University (USA) und war in der Lage, drei Gattungen von Cyanobakterien zu infizieren: Lyngbya, Plectonema und Phormidium. Der Phage wurde daher nach deren Anfangsbuchstaben mit dem Akronym LPP-1 bezeichnet.[12] In der Folge wurden weitere Serotypen von Cyanophagen mit diesem Wirtsspektrum gefunden, LPP-2, LPP-3, LPP-4 und LPP-5.[13][14][10][11] LPP-1 infiziert dabei speziell die Spezies Plectonema boryanum.[15][16][17]

Die Morphologie der Phagen der LPP-Gruppe zeigte zumindest der äußeren Form der Viruspartikel weitgehende Übereinstimmung mit den bekannten Phagen T3 und T7 vom Morphotyp der Podoviren (frühere Familie Podoviridae), weshalb diese Cyanophagen in der informellen Gattung „Cyanopodovirus“ angesiedelt wurden. Nach Einrichtung der neuen Familie Autographiviridae werden diese beiden Vertreter der T-Phagen mit ungerader Nummer (als nicht-taxonomische Gruppe auch T-odd/T-uneven phages genannt) zu deren Unterfamilie Studiervirinae (Gattungen Teetrevirus respektive Teseptimavirus) gestellt. Viele „Cyanopodovirus“-Spezies sind inzwischen vom ICTV der Familie Autographiviridae, Unterfamilie Studiervirinae (und dort meist der Gattung Teseptimavirus) zugeteilt worden. Aufgrund ihrer Ähnlichkeit mit T3 und T7 sind die LPP-Mitglieder daher ebenfalls in dieser Unterfamilie zu vermuten. Weitere T7 und dem in den USA gefundenen LPP-1 morphologisch ähnliche Viren sind Cyanophage GIII (gefunden in Israel, offenbar identisch mit LPP-1 und nicht zu verwechseln mit Norovirus GIII[18] oder Sapovirus GIII,[19] Unterarten der Spezies Norwalk-Virus in der Gattung Norovirus respektive Spezies Sapporo-Virus in der Gattung Sapovirus, beide Familie Caliciviridae) und Cyanophage D-1 (gefunden in Schottland).[20][21]

Mit und nach den Funden der Cyanopodoviren (bzw. aus der LPP-Gruppe) wurden weitere Cyanophagen mit abweichender Morphologie gefunden.[12] „Cyanophage AS-1“[22] und „Cyanobacteria phage N1“ (alias „Anabaena phage N-1“)[23] sind aufgrund des Aufbaus ihrer Virionen Mitglieder der Caudoviricetes vom Morphotyp der Myoviren, also der informellen Gattung „Cyanomyovirus“. Die N-1-Cyanophagen ähneln beispielsweise den Phagen T2 und T4[10] (beide Spezies Escherichia-Virus T4, Unterfamilie Tevenvirinae der Myoviren-Familie Straboviridae).

Weitere Cyanophagen wie „Cyanophage S-1“[13] und „Cyanophage S-2L“ (alias „Cyanobacteria phage S-2L“ – Wirte aus den Gattungen Synechococcus[24] und Synechocystis,[25] siehe auch 2,6-Diaminopurin)[26][27][28][29][30] (Zusammenfassungen auf sciencealert und ScienceNews).[31][32] werden dem Morphotyp der Siphoviren und damit der informellen Gattung „Cyanostylovirus“ zugeordnet. Auch hier gibt es einen Vorschlag zur Abtrennung und Verschiebung in eine eigene Familie „Cyanostyloviridae“ oder „Styloviridae“.[33][1][34][35][36]

Während die Cyanophagen mit Kopf-Schwanz-Aufbauu (Klasse Caudoviricetes) relativ gut erforscht sind, gilt das nicht für schwanzlose Cyanophagen, zum Beispiel filamentöse. Als mögliche Ordnung käme etwa Tubulavirales in Frage. Über die ersten filamentösen Cyanophagen berichteten Deng und Hayes 2008 mit „Filamentous phage A-CF1“, „Filamentous phage M-CF1“, „Filamentous phage (P-CF1)“. mit Wirten unter den Gattungen Anabaena, Microcystis und Planktothrix (Fundort Cotswold Water Park, UK; siehe Liste der Schutzgebiete in South West England).[37][38][Anm. 1]

Es folgten E-Bin Gao und Kollegen 2009 mit dem schwanzlosen Cyanophagen „Planktothrix-Phage PaV-LD“ (PaV-LD: „Planktothrix agardhii Virus isolated from Lake Donghu“) mit ikosaedrischer, schwanzloser Struktur und Wirt Planktothrix,[39][38] nach NCBI aber dennoch als zu den Siphoviren gehörig klassifiziert.[40]

Cyanophagen infizieren eine Vielzahl von Cyanobakterien und sind wichtige Regulatoren der Cyanobakterien­populationen in aquatischen Umgebungen. Sie können bei der Prävention und Bekämpfung von Cyanobakterienblüten („Blaualgenblüten“) in Süßwasser- und Meeresökosystemen helfen. Diese Blüten können eine Gefahr für Mensch und Tier darstellen, insbesondere in eutrophierten Süßwasserseen. Infektionen mit diesen Viren ist in Cyanobakterienspezies der Gattung Synechococcus in marinen Umgebungen weit verbreitet. Man hat festgestellt, dass bis zu 5 % der Zellen mariner Cyanobakterien reife Cyanophagenpartikel enthalten.[41]

Nomenklatur

Die Virionen (Viruspartikel) der meisten bekannten Cyanophagen haben einen Kopf-Schwanz-Aufbau, wass sie als Mitglieder der Klasse Caudoviricetes (früher: Ordnung Caudovirales) ausweist. Unter diesen wurden ursprünglich die folgenden drei Familien mit Cyanophagen-Mitgliedern vom International Committee on Taxonomy of Viruses (ICTV) anerkannt: Myoviridae, Podoviridae und Siphoviridae.[42] Diese Virusfamilien wurden von ICTV im Frühjahr 2022 abgeschafft, nachdem Genomanalysen ergeben hatten, dass diese nicht monophyletisch sein konnten. Die Klassifizierung dieser Viren nach ihrem Morphotyp in Myoviren, Podoviren und Siphoviren ist daher informell, d. h. nicht-taxonomisch. Ursprünglich wurden Cyanophagen nach ihren Wirten benannt. Wegen der Fähigkeit von Cyanophagen, mehrere Wirte zu infizieren, kann das Fehlen eines universellen Benennungssystems zu Schwierigkeiten bei ihrer taxonomischen Klassifizierung führen.[35] Viele andere Klassifizierungssysteme verwendeten serologische, morphologische oder physiologische Eigenschaften.[43][44] Zur Lösung wurde das folgende Verfahren zur Benennung von Stämmen vorgeschlagen: Cyanophage Xx-YYZaa, wobei Xx die ersten beiden Buchstaben des Gattungs- und Artnamens des Wirts sind, YY die Herkunft des Exemplars kodiert, Z ist der Anfangsbuchstabe der (herkömmlichen) Virusfamilie – der Morphologie-Grundtyp also: M, P oder S, und aa ist die Referenznummer des Virus.[3] Diese Bezeichnungen haben solange Vorschlagscharakter, bis eine endgültige Bestätigung und taxonomische Einordnung durch das ICTV erfolgt.

Morphologie

Typische Morphologie der Myoviren (Morphotyp A), Podoviren (Typ C) und Siphoviren (Typ B);
von links nach rechts.

Die Cyanophagen der Klasse Caudoviricetes haben einen Schwanz und ein Proteinkapsid (Kopf), das das genetische Material umgibt. Diese doppelsträngige DNA ist ca. 45 kbp (Kilobasenpaare) lang und kodiert bei einigen Cyanophagen für Photosynthesegene, eine Integrase, oder Gene, die mit dem Phosphatstoffwechsel zu tun haben (en. phosphate-inducible).[45] Über den Schwanz nehmen die Viruspartikel (Virionen) Kontakt mit der Wirtszelle auf und durch ihn wird bei der Infektion die Virus-DNA in die Wirtszelle injiziert. Basierend auf morphologischen Merkmalen werden Cyanophagen in Myoviren, Podoviren und Siphoviren (ursprünglich Virusfamilien) klassifiziert. Obwohl vom Internationalen Komitee für Taxonomie der Viren (ICTV) nicht formell anerkannt, wurden Cyanophagen dementsprechend provisorisch in die informellen Gattungen „Cyanomyovirus“, „Cyanopodovirus“ bzw. „Cyanostylovirus“ klassifiziert, je nachdem, welchem der drei morphologischen Grundtypen sie angehören.[35]

„Cyanomyovirus“

Als Typusart der informellen Gattung „Cyanomyovirus“ (Cyanophagen vom Morphotyp der Myoviren, kein ICTV-Taxon) wurde Cyanophage AS-1,[22] (aus einem Abwasserteich (en. waste stabilization pond) isoliert) vorgeschlagen.[46][47] Ihr Kopf ist ikosaedrisch (im Allgemeinen ideal-isometrisch, nicht gestreckt) mit einem Durchmesser von 55 bis 90 nm, der Schwanz kann kontraktil oder nicht kontraktil sein mit einer Länge von 20 bis 244 nm und Breite von 15 bis 23 nm (üblicherweise also etwa 110 × 10 nm); sowie ggf. einem Schrumpfungsbereich von 93 nm.[10][12][3] Es gibt jedoch eine große morphologische Variation in dieser Gruppe, was vermutlich auch damit zusammenhängt, dass die verschiedenen Vertreter ein großes Wirtsspektrum abdecken.[48] An der Verbindungsstelle zwischen dem langen Schwanz und dem Kopf befindet sich eine Grundplatte, an der kurze Stifte befestigt sind, und im Kopfteil einen inneren Kern, ähnlich wie bei anderen Myoviren.[46]

TEM-Aufnahme eines Virions von Synechococcus-Virus SPM2

Einige Cyanomyoviren sind:

  • Gattung Eurybiavirus, Spezies Eurybiavirus MED4213, Eurybiavirus PHM1 und Eurybiavirus PHM2, mit den Prochlorococcus-Phagen MED4-213, P-HM1 respektive P-HM2
  • Gattung Fukuivirus, Spezies Fukuivirus LMM01 und Fukuivirus MVDC, mit den Microcystis-Phagen LMM01 respektive MaMV-DC; sowie (unbestätigt) „MaMV-DH01“ alias „MaMV-DL“
  • Spezies Aokuangvirus SCBWM1 (Synechococcus-Virus SCBWM1, monotypisch), mit Synechococcus-Phage S-CBWM1
  • Spezies Aurunvirus STIM5 (Synechococcus-Virus STIM5), mit Cyanophage S-TIM5 – Wirt: Parasynechococcus marenigrum WH 8102, Golf von Akaba
  • Spezies Synechococcus-Virus SPM2 (wiss. Nodensvirus spm2, früher Synechococcus virus SPM2, Typus), mit Synechococcus-Phage S-PM2 alias Bacteriophage S-PM, Typusstamm[49][50] – Kyanoviridae, Gattung Nodensvirus
  • Spezies Synechococcus-Virus Syn9 (wiss. Ormenosvirus syn9), mit Bacteriophage Syn9, Cyanophage Syn9[51][52] – Kyanoviridae, Gattung Ormenosvirus
  • Spezies Synechococcus-Virus SSM1 (wiss. Thetisvirus ssm1),[53][54] mit Synechococcus-Phage S-SM1 alias Cyanophage S-SM1 – Kyanoviridae, Gattung Thetisvirus
  • Spezies Prochlorococcus-Virus PSSM2 (wiss. Salacisavirus pssm2), mit Prochlorococcus-Phage P-SSM2 und Prochlorococcus-Phage P-SSM5[55] – Kyanoviridae, Gattung Salacisavirus
  • Spezies Prochlorococcus-Virus P-SSM4 (wiss. Ronodorvirus ssm4), mit Cyanophage P-SSM4, Cyanophage P-SS1, Cyanophage P-RSM3[56][50] – Kyanoviridae, Gattung Ronodorvirus
  • Spezies Synechococcus-Virus SSM4 (wiss. Greenvirus ssm4),[57] mit Synechococcus-Phage S-SSM4 – Kyanoviridae, Gattung Greenvirus
  • Spezies „Synechococcus-Phage S-RSM2“ (mit Bacteriophage S-RSM2)[58][50]
  • Spezies „Synechococcus-Phage S-BM4“ (mit Cyanophage S-BM4 alias Bacteriophage S-BM4)[59][50]
  • Spezies „Synechococcus-Phage S-WHM1“ (mit Cyanophage S-WHM1)[60][50]
  • Spezies „Synechococcus-Phage S-RSM88“ (mit Cyanophage S-RSM88 alias Bacteriophage S-RSM88)[61][50]
  • Spezies „Cyanobacteria-Phage AS-1“[22]

„Cyanopodovirus“

Die informelle Gattung „Cyanopodovirus“ (Cyanophagen vom Morphotyp der Podoviren, kein ICTV-Taxon), kommen sowohl im Süß- als auch im Meerwasser vor.[62] Als Typusspezies war „Cyanophage LPP-1“ vorgeschlagen worden, der (ebenso wie LPP-2) Cyanobakterien der Gattungen Lyngbya, Plectonema und Phormidium infiziert.[63][64] Auch hier ist der Kopf (Kapsid) ein isometrisches Ikosaeder (was in der zweidimensionalen Projektion hexagonal, d. h. sechseckig erscheint) mit einem Durchmesser von 58 nm. Der Schwanz ist hohl mit sechsfach-radialer Symmetrie und besteht aus Ringen von sechs Untereinheiten, ist aber im Vergleich zu den Cyanomyoviren kurz (20 × 15 nm).[12][3][10]

Einige Cyanopodoviren sind:

  • Familie Autographiviridae
    • Spezies Synechococcus-Virus Syn5 (wiss. Voetvirus syn5[65] mit Synechococcus-Phage syn5 alias Cyanophage Syn5)
    • Spezies Synechococcus-Virus SRIP2 (wiss. Sednavirus SRIP2, veraltet Cyanopodovirus S-RIP2, mit Cyanophage S-RIP2 alias Synechococcus-Phage S-RIP2 und Cyanophage KBS-P-1A)[66][67]
    • Spezies Synechococcus-Virus P60 (wiss. Tiilvirus P60, mit Synechococcus-Phage P60)[68]
    • Spezies Prochlorococcus-Virus PSSP7 (wiss. Tiamatvirus PSSP7, früher Cyanopodovirus P-SSP7), mit Prochlorococcus-Phage P-SSP7, Gattung Timatvirus[69][66]
    • Spezies Synechococcus-Virus SCBP42 (wiss. Aegirvirus SCBP42)
    • Spezies Synechococcus-Virus STIP37 (wiss. Igirivirus STIP37, mit Synechococcus T7-like phage S-TIP37)
    • Spezies Synechococcus-Virus SRIP1 (wiss. Kajamvirus SRIP1)
    • Spezies Synechococcus-Virus SCBP2 (wiss. Kembevirus SCBP2)
    • Spezies Synechococcus-Virus SCBP3 (wiss. Lirvirus SCBP3)
    • Spezies Synechococcus-Virus SCBP4 (wiss. Poseidonvirus SCBP4, mit Synechococcus-Phage S-CBP4)
    • Spezies Synechococcus-Virus SB28 (wiss. Qadamvirus SB28)
    • Spezies Prochlorococcus-Virus SS120-1 (wiss. Banchanvirus SS1201)
    • Spezies Prochlorococcus-Virus NATL1A7 (wiss. Cheungvirus NATL1A7)
    • Spezies Prochlorococcus-Virus PGSP1 (wiss. Lingvirus PGSP1)
    • Spezies Prochlorococcus-Virus NATL2A133 (wiss. Tangaroavirus NATL2A133)
    • Spezies Prochlorococcus-Virus PSSP10 (wiss. Tangaroavirus PSSP10)
    • Spezies Prochlorococcus-Virus 951510a (wiss. Tangaroavirus tv951510a, mit Prochlorococcus phage P-SSP6 und Cyanophage 9515-10a)
    • Spezies „Synechococcus-Phage S-SBP1“ (alias „Cyanopodovirus S-SBP1“, Wirt Synechococcus-Stamm WH7803) – Gattung Ashivirus[66][70]
    • Spezies „Synechococcus-Virus 11bc6“ – Unterfamilie Studiervirinae, Gattung Teseptimavirus[71][72]
    • Spezies „Synechococcus-Virus 11ec6“, dito
    • Spezies „Synechococcus-Virus 2fc6“, dito
    • Spezies „Synechococcus-Virus 4dc“, dito
    • Spezies „Synechococcus-Virus 5gcp“, dito
    • Spezies „Synechococcus-Virus 6bc6“, dito
    • Spezies „Synechococcus-Virus 7dc6“, dito
    • Spezies „Synechococcus-Virus 9ec6“, dito
    • Spezies „Synechococcus-Virus 9ecp“, dito
    • Spezies „Synechococcus-Virus c7e4“, dito
    • Spezies „Prochlorococcus-Virus 4f“ – Unterfamilie Studiervirinae, Gattung Teseptimavirus[71][73]
    • Spezies „Prochlorococcus-Virus 5e“, dito
    • Spezies „Prochlorococcus-Virus 5f“, dito
    • Spezies „Prochlorococcus-Virus 6b“, dito
    • Spezies „Prochlorococcus-Virus 6ed6p“, dito
    • Spezies „Prochlorococcus-Virus 7 g“, dito
    • Spezies „Prochlorococcus-Virus d67f2“, dito
    • Spezies „Synechococcus-Podovirus MPP-A“[74]
    • Spezies „Synechococcus-Podovirus MPP-B“[74]
    • Spezies „Synechococcus-Podovirus BAC9D04“, mit „Podophage BAC9D04“[75][76][50]
    • Spezies „Microcystis-Phage Ma-LBP“, mit „Cyanophage Ma-LBP“[77] vom Lake Baroon, South East Queensland, Australien
  • Familie Saffermanviridae
    • Gattungen Arthrovirus, Kozyakovvirus, Morrisvirus, Wumpquatrovirus und Wumptrevirus
  • andere Cyanopodoviren
    • Spezies „Microcystis-Phage Ma-LEP“, mit „Cyanophage Ma-LEP“[78] vom Lake Erie, USA/Kanada.[79]
    • „Cyanophage LPP-1“[63][64] (s. o.)
    • „Cyanophage LPP-2“[64] (s. o.)

„Cyanostylovirus“

Als Typusspezies der informellen Gattung „Cyanostylovirus“ (Cyanophagen vom Morphotyp der Siphoviren, kein ICTV-Taxon) war der „Cyanophage S-1“ vorgeschlagen worden, der die Gattung Synechococcus infiziert.[3] Der Kopf ist mit einem Durchmesser von 50 nm kleiner als bei den anderen beiden Gruppen, der Schwanz ist jedoch mit 140 nm länger. Einige Vertreter dieser Gruppe haben Schwänze, die zwischen 200 und 300 nm lang sind.[48] Für die Cyanostyloviren wurde eine Familie „Cyanostyloviridae“ (bzw. kurz „Styloviridae“) vorgeschlagen,[8] aber Vertreter finden sich auch in der ICTV-bestätigten Familie Casjensviridae.

Einige Cyanostyloviren sind:

  • Spezies Synechococcus-Virus S-ESS1 (wiss. Sessunavirus SESS1, veraltet Cyanosiphovirus S-ESS1), mit Synechococcus-Phage S-ESS1 – Casjensviridae, Gattung Sessunavirus
  • Spezies „Marine cyanobacterial siphovirus PSS2“, mit „Cyanophage PSS2“, Wirt: Prochlorococcus marinus Stamm MIT 9313[80]
  • Spezies „Cyanophage KBS-S-2A“, Wirt: Synechococcus sp. WH7803[81]
  • Spezies „Cyanophage MED4-117“, Wirt: Prochlorococcus marinus MED4 alias Prochlorococcus marinus subsp. pastoris Stamm CCMP1986[82][83]
  • Spezies „Cyanophage S-2L“ (alias „Cyanobacteria phage S-2L“), Wirt: Synechococcus[26]
  • Spezies „Cyanophage S-1“, Wirt: Synechococcus (s. o.)[3]

Wirte

Filamente von Anabaena circinalis

Das Wirtsspektrum der Cyanophagen ist sehr komplex. Es wird angenommen, dass sie eine wichtige Rolle bei der Kontrolle von Cyanobakterien-Populationen spielen.[1] Es wurde berichtet, dass Süßwasser-Cyanophagen Wirte verschiedener Gattungen infizieren. Dies könnte aber auch Probleme bei der taxonomischen Einordnung ihrer Wirte widerspiegeln, da die Viren der Klasse Caudoviricetes gewöhnlich sehr wirtsspezifisch sind. Nichtsdestotrotz wurden sie basierend auf der Taxonomie ihrer Wirtsorganismen in folgende drei Hauptgruppen klassifiziert:[1][3]

LPP-Gruppe

Die LPP-Gruppe ist die erste, die zu den Cyanopodoviren gehört.[1] Zu dieser Gruppe von Viren gehört das erste Cyanophagen-Isolat überhaupt, das Cyanobakterien, damals „Blaualgen“ (en. blue-green algae) genannt, infiziert.[47][3] Die Cyanophagen dieser Gruppe sind leicht aus der Umwelt zu isolieren.[3] Als Podoviren tragen sie kurze, nicht kontraktile Schwänze und verursachen die Lyse mehrerer Spezies innerhalb dreier Gattungen von Cyanobakterien (Lyngbya, Plectonema und Phormidium).[3] Aus den Anfangsbuchstaben dieser drei Gattungen wurde der Name LPP abgeleitet.[64] Die verschiedenen Mitglieder dieser Gruppe von Cyanophagen haben das gleiche Wirtsspektrum, zeigen jedoch serologische Unterschiede.[64]

AS/SM-Gruppe

Die AS/SM-Gruppe stellt die dritte Gruppe von Cyanophagen dar, die nach dem Wirtsspektrum klassifiziert wurden.[1] Diese damals neue Gruppe von Cyanophagen („Blaualgenviren“) infiziert einzellige Formen von Cyanobakterien.[3][84][46] „Cyanophage AS-1“ (alias „Myovirus AS-1“)[22] infiziert Anacystis nidulans,[85] Synechococcus cedrorum, Synechococcus elongatus und die Netzblaualge Microcystis aeruginosa[86][87] „Cyanophage S-SM1“[53][54] (alias „Podovirus SM-1“) infiziert ebenfalls die einzelligen Cyanobakterien Synechococcus elongatus und Microcystis aeruginosa.[3][88][12] Ein weiterer Vertreter dieser Gruppe, „Cyanophage S-SM2“[89] (alias „Podovirus SM-2“), infiziert und lysiert neben Synechococcus elongatus ebenfalls Microcystis aeruginosa.[88]

A/AN/N/NP-Gruppe

Dieses ist die zweite Gruppe von Cyanophagen dar, die nach ihrem Wirtsspektrum klassifiziert wurden.[8][1][90][91] Die Mitglieder dieser Gruppe spielen eine wichtige Rolle bei der Infektion und Lyse von Spezies der Gattungen Nostoc, Anabaena und Plectonema.[1] Die Untergruppe A verursacht Lyse und infiziert Anabaena-Spezies.[3] Der Wirtsbereich der AN-Untergruppe umfasst sowohl Anabaena- als auch Nostoc-Arten, während die N-Untergruppe nur Nostoc-Arten infiziert. Zu dieser letzten Untergruppe gehört „Cyanobacteria phage N1“ (alias „Cyanophage N-1“).[3] N-1 ist eng mit dem „Cyanophagen A-1“ verwandt,[92] und NCBI fasst beide in einer gemeinsamen Spezies „Anabaena phage N-1“ zusammen.[23] „Cyanophage N-1“ ist insofern bemerkenswert, als er für ein funktionelles CRISPR-Array kodiert, das dem Wirt möglicherweise Immunität gegen die Infektion durch konkurrierende Cyanophagen verleiht.[92] Schließlich werden Cyanobakterien-Isolate von Nostoc- und Plectonema-Arten von der NP-Untergruppe infiziert.[3] Die Vertreter dieser Gruppe haben alle einen breiten Wirtsbereich. Auffällig sind auch die vielen Mutationen bei diesen Viren.[3]

Replikation

Die Replikation von Cyanophagen hat zwei dominante Pfade: den lytischen Zyklus und den lysogenen Zyklus. Die Replikation der viralen Nukleinsäure (Virus-DNA) und die unmittelbare Synthese des viruskodierten Proteins ist Teil des lytischen Zyklus. Im Gegensatz den lytischen Phagen, die nur in diesen lytischen Zyklus eintreten können, können temperierte („gemäßigte“) Phagen entweder in den lytischen Zyklus eintreten oder sich stabil in das Wirtsgenom integrieren und damit in den lysogenen Zyklus eintreten.[93] Um den metabolischen Bedarf der Replikation zu decken, setzen Viren eine Vielzahl von Strategien ein, um ihrem Wirt Nährstoffe zu entziehen. Eine dieser Techniken besteht bei Cyanophagen darin, ihre Wirtszelle auszuhungern. Dies geschieht durch Hemmung der CO2-Fixierung der Wirtszelle, was es den Phagen ermöglicht, photosynthetisch gebildetes ATP aus der Wirtszelle zu rekrutieren, um seine Nukleotid- und Stoffwechselanforderungen zu erfüllen.[94] Viele Cyanophagen enthalten Hilfsgene, die als auxiliary metabolic genes (AMGs) bezeichnet werden und die für kritische, Schritte des Wirtsorganismus (Flaschenhälse) kodieren.[94]

AMGs kodieren Gene für den Pentosephosphatweg, die Phosphatakquisition,[95] den Schwefelstoffwechsel und die DNA/RNA-Verarbeitung; all diese Gene greifen in den Stoffwechsel der Wirtszelle ein. Metagenomanalysen stützen die Annahme, dass diese Gene die virale Replikation durch den Abbau von Wirts-DNA und -RNA sowie einer Verlagerung des Wirtszellstoffwechsels auf die Nukleotidbiosynthese fördern.[94] Cyanophagen nutzen diese Gene auch, um die Photosynthese des Wirts während der Infektion aufrechtzuerhalten, indem sie die Energie von der Kohlenstofffixierung auf den Anabolismus verlagern, was das Virus ausnutzt.[96] AMGs kodieren auch für Proteine, die bei der Reparatur des Wirts-Photosystems helfen, das anfällig für Photodegradation ist.[96] Ein solches Beispiel sind virale D1-Proteine, die das D1-Protein der Wirtszelle ersetzen, wenn es beschädigt wird.[96] Da das Virus die Photosynthese hochreguliert, kommt es zu einer erhöhten Rate des D1-Proteinabbaus und die Wirtszelle allein kann diese Proteine nicht mehr in ausreichendem Maß ersetzen. Daher hilft der Cyanophage aus, so dass die Wirtszelle weiterhin Energie für den Cyanophagen-Replikationszyklus bereitstellen kann.[96]

Naturgegeben hängt die Replikation von Cyanophagen stark vom Tageszyklus ab. Der erste Schritt im Infektionszyklus besteht darin, dass der Cyanophage Kontakt zu den Cyanobakterien aufnimmt und an sie bindet; schon dieser Adsorptionsprozess ist stark von der Lichtintensität abhängig. Feldstudien zeigen auch, dass die Infektion und Replikation von Cyanophagen direkt oder indirekt mit dem Hell-Dunkel-Zyklus der Wirtszellen synchronisiert ist.[97]

Infektionsmechanismus

Cyanophagen nutzen wie andere Bakteriophagen die Brownsche Bewegung, um mit Bakterien zu kollidieren, und verwenden dann Rezeptorbindungsproteine, um bestimmte Proteine an der Zelloberfläche der Wirtszelle (Virusrezeptoren) zu erkennen, was zur Adhärenz (Anheftung) des Virusteilchens an die Wirtszelle führt. Die Viruspartikel der Caudoviricetes mit ihrem Kopf-Schwanz-Aufbau, darunter die mit kontraktilen Schwänzen, besitzen solche Rezeptorbindungsproteine an ihren Schwänzen, mit denen sie hochkonservierte Proteine auf der Oberfläche der Wirtszelle zu erkennen.[98] Cyanophagen haben auch mehrere Oberflächenproteine mit immunglobulin-ähnlichen Domänen (en. Ig-like domains, vgl. Muskelspezifische Rezeptortyrosinkinase#Proteinstruktur, Myelin-Oligodendrozyten-Glykoprotein#Physiologie), die für die Adhärenz benutzt werden.[98] Einige Cyanophagen (wie etwa die Spezies Synechococcus-Virus Syn5 alias Synechococcus-Phage syn5, Cyanophage Syn5)[65] produzieren auch eine hornartige Struktur, die vom Scheitelpunkt Kapsids gegenüber dem Schwanz („oben“) absteht. Es wird angenommen, dass die hornartige Struktur bei der Anhaftung an Zellen in der natürlichen Umgebung hilft, dies wurde jedoch nicht bestätigt.[99]

Lytischer Zyklus

Cyanophagen können sowohl den lytischen als auch den lysogenen Zyklus durchlaufen, abhängig von den Viren und ihrer Umgebung.[100][101] In einer Studie über Cyanomyoviren, die marine Synechococcus-Arten infizieren, wurde gezeigt, dass die lytische Phase etwa 17 Stunden dauert, wobei die durchschnittliche Anzahl der Virionen, die pro lysierter Zelle produziert werden (burst size ‚Burst-Größe‘), zwischen 328 bei starkem Licht und 151 bei schwachem Licht liegt.[17] Offenbar gibt es eine Korrelation zwischen Lichtintensität und Burst-Größe.[97] Weitere Studien zeigen, dass die Replikation von Cyanophagen durch Energie aus dem photosynthetischen Stoffwechsel der Wirtszelle angetrieben wird.[97] Die Lyse (Biologie) der Wirtszelle erfolgt tendenziell nach Abschluss der Replikation der Wirts-DNA und unmittelbar vor dessen Zellteilung, da dann mehr Ressourcen für die Replikation der Viruspartikel zur Verfügung stehen.

Ökologische Bedeutung

Wenn der Phage P-SSM2 Fd (Myoviridae, Gattung Salacisavirus, rosa) das ubiquitäre Cyanobakterium Prochlorococcus marinus infiziert, produziert er ein Ferredoxin-Protein, das sich in die bestehende elektrische Struktur des Bakteriums einhakt und seinen Stoffwechsel verändert.[102]

Ökosystem

Marine Cyanobakterien der Gattung Prochlorococcus sind die kleinsten und häufigsten Primärproduzenten der Welt. Cyanophagen mit lytischem Zyklus bringen diese zum Platzen.[103][45] Andere marine Cyanophagen des Myoviren-Morphotyps oder deren Abspaltungen (d. h. marine Phagen der informellen Gattung „Cyanomyovirus“) helfen bei der Regulierung der Primärproduktion hauptsächlich durch die Infektion von Synechococcus-Spezies.[3] Cyanophagen der anderen beiden herkömmlichen Phagenfamilien, Podoviridae und Siphoviridae (d. h. der informellen Gattungen „Cyanopodovirus“ und „Cyanostylovirus“), kommen dagegen normalerweise in Süßwasser-Ökosystemen vor. In Küstenbereich der Ozeane kann die Anzahl der Viruspartikel, die Synechococcus-Spezies infizieren, 106 ml−1 (pro Milliliter) und in Sedimenten 105 g−1 (pro Gramm) überschreiten.[3] Schätzungsweise 3 % der Synechococcus-Population werden täglich durch Cyanophagen entfernt. Cyanophagen sind sowohl in der Wassersäule (vertikal) als auch geografisch (horizontal) weit verbreitet.[3][103][104] Cyanophagen-Populationen wurden durch Metagenomanalysen in mikrobiellen Matten in der Arktis und in hypersalinen Lagunen nachgewiesen.[104][4] Sie können Temperaturen von 12–30 °C und einen Salzgehalt von 18–70 ppt aushalten.[4] Die DNA von Cyanophagen ist anfällig für UV-Abbau, kann aber in Wirtszellen durch einen „Photoreaktivierung“ genannten Prozess wiederhergestellt werden.[105] Die Virionen der Cyanophagen können sich wie bei allen Viren nicht unabhängig bewegen und sind für ihren Transport auf Strömungen, Vermischung und ihre Wirtszellen angewiesen. Sie können ihre Wirte nicht aktiv ansteuern und müssen warten, bis sie auf diese treffen. Die höhere Wahrscheinlichkeit einer Kollision könnte erklären, warum Cyanophagen der Myoviren vor allem eine der häufigsten Cyanobakterien-Gattungen, Synechoccocus, infizieren.[3] Hinweise auf eine gemeinsames saisonales Auftreten zwischen den Phagen und Wirten (seasonal co-variation) sowie eine Zunahme der Cyanophagen oberhalb eines Schwellenwerts von 103 bis 104 Synechococcus pro Milliliter könnten auf eine Dynamik nach dem Prinzip „Kill the Winner“ (KTW) hindeuten.[3]

Biologische und physikalische Auswirkungen

Mitglieder der Gattung Synechococcus tragen ca. 25 % zur photosynthetischen Primärproduktivität im Ozean bei und haben einen signifikanten Bottom-up-Effekt auf höhere trophische Ebenen.[106] Die gelöste organische Materie (en. dissolved organic matter, DOM), die durch die virale Lyse von Cyanophagen freigesetzt wird, kann in den mikrobiellen Kreislauf geschleust werden, wo sie recycelt oder von heterotrophen Bakterien abgestoßen wird, um als nicht verwertbares Material (en. recalcitrant matter) schließlich im Sediment begraben zu werden.[106][107] Dies ist ein wichtiger Schritt in der atmosphärischen Kohlenstoffbindung, die als biologische Pumpe (en. biological pump) bezeichnet wird, sowie in der Aufrechterhaltung anderer biogeochemischer Kreisläufe.[106]

Cyanobakterien betreiben sauerstoffhaltige Photosynthese, von der man annimmt, dass sie der Ursprung des atmosphärischen Sauerstoffs vor etwa 2,5 Milliarden Jahren (Ga) ist.[108] Die Population und damit die Rate der Sauerstoffentwicklung kann durch Cyanophagen reguliert werden. Bei bestimmten Arten von Cyanobakterien, die Stickstofffixierung betreiben (wie z. B. Trichodesmium), sind Cyanophagen zudem in der Lage, die Zufuhrrate von bioverfügbarem organischem Stickstoff per Lyse zu erhöhen.[109][110]

Cyanophagen infizieren auch Cyanobakterien, die (bakterielle) Algenblüten verursachen, und die durch die Produktion von Microcystinen giftig für die Gesundheit von Menschen und anderen Tieren sein können. Sie können Eutrophierung verursachen, was zu Zonen minimaler Sauerstoffkonzentration führt. Algenblüten verursachen ökologische und wirtschaftliche Probleme und beeinträchtigen in Süßwassersystemen die Qualität des Trinkwassers.[111] Folgende cyanobakterieleen Verursacher von Algenblüten und können durch Cyanophagen infiziert werden:[93]

Unter normalen Bedingungen sind die Cyanophagen in der Lage, schädliche Algenblüten verhindern.[111] Spitzen in Cyanobakterienpopulationen werden in der Regel durch einen Nährstoffanstieg verursacht, der durch den Abfluss von Düngemitteln, Staub und Abwasser verursacht wird.[112] Indem lytische Cyanophagen die Wirte abtöten, können sie dazu beitragen, das natürliche Gleichgewicht von Ökosystemen wiederherzustellen.

Zusätzlich zur Regulierung der Populationsgröße beeinflussen Cyanophagen wahrscheinlich auch die genetische Zusammensetzung der Gewässer, indem sie anderes Phytoplankton, das normalerweise von Cyanobakterien gehemmt wird, das Wachstum ermöglichen.[112] Die Spezifität, mit der Cyanophagen auf verschiedene Wirte abzielen, beeinflusst auch die Struktur der ökologischen Gemeinschaft. Aufgrund der lysogenen Phase ihres Replikationszyklus können Cyanophagen als mobile genetische Elemente für die genetische Diversifizierung ihrer Wirte durch horizontalen Gentransfer (HGT) fördern.[113][94] Ob die lytische oder die lysogene Phase in einem bestimmten Gebiet dominiert, hängt, so die Hypothese, von eutrophen bzw. oligotrophen Bedingungen ab.[107] Die Zunahme der Anzahl der Begegnungen zwischen Phage und Wirt steht in direktem Zusammenhang mit einer Zunahme der Infektionsrate, was den Selektionsdruck erhöht und etwa Synechococcus an der Küste resistenter gegen virale Infektionen macht als seine Offshore-Pendants.[3]

Anmerkungen

  1. ↑ Weitere in der Studie vorgeschlagene Cyanophagen sind:

Einzelnachweise

  1. ↑ a b c d e f g h i Han Xia, Tianxian Li, Fei Deng, Zhihong Hu: Freshwater cyanophages. In: Virologica Sinica. 28. Jahrgang, Nr. 5, 1. Oktober 2013, ISSN 1674-0769, S. 253–259, doi:10.1007/s12250-013-3370-1, PMID 24132756 (englisch). ResearchGate.
  2. ↑ Brian A. Whitton, Malcolm Potts: The Ecology of Cyanobacteria: Their Diversity in Time and Space. Kluwer Academic, Boston 2000, ISBN 978-0-7923-4735-4, S. 563–589 (englisch).
  3. ↑ a b c d e f g h i j k l m n o p q r s t u v Curtis A. Suttle: The Ecology of Cyanobacteria. Springer Netherlands, 2000, ISBN 978-0-7923-4735-4, Cyanophages and Their Role in the Ecology of Cyanobacteria, S. 563–589, doi:10.1007/0-306-46855-7_20 (englisch).
  4. ↑ a b c Curtis A. Suttle, Amy M. Chan: Marine cyanophages infecting oceanic and coastal strains of Synechococcus: abundance, morphology, cross-infectivity and growth characteristics. In: Marine Ecology Progress Series. Band 92, 26. Januar 1993, S. 99–109, doi:10.3354/meps092099, bibcode:1993MEPS...92...99S (englisch).
  5. ↑ ICTV: ICTV Master Species List 2021.v1, New MSL including all taxa updates since the 2020 release, March 2022 (MSL #37)
  6. ↑ Dann Turner, Andrew M. Kropinski, Evelien M. Adriaenssens: A Roadmap for Genome-Based Phage Taxonomy, in: MDPI Viruses Band 13, Nr. 3, Section Bacterial Viruses, 18. März 2021, 506, doi:10.3390/v13030506.
  7. ↑ ICTV: Virus Metadata Resource (VMR).
  8. ↑ a b c Kenneth W. Adolph, Robert Haselkorn: Isolation and characterization of a virus infecting a blue-green alga of the genus Synechococcus. In: Virology. 54. Jahrgang, Nr. 1, 1973, S. 230–236, doi:10.1016/0042-6822(73)90132-3, PMID 4197413 (englisch).
  9. ↑ Robert S. Safferman, M. E. Morris: Algal virus: Isolation, in: Science Band 140, Nr. 3567, 10. Mai 1963, S. 679–680, doi:10.1126/science.140.3567.679, PMID 13976026.
  10. ↑ a b c d e Marisha Garg: Cyanophages: Discovery, Morphology and Replication| Microbiology, auf: Biology Discussion.
  11. ↑ a b P. Ashwathi: Cyanophages: Morphology and Growth Cycle | Microbiology, auf: Biology Discussion.
  12. ↑ a b c d e Etana Padan, Moshe Shilo: Cyanophages- viruses attacking blue-green algae. In: Bacteriological Reviews. Band 37, Nr. 3, September 1973, S. 343–370, doi:10.1128/MMBR.37.3.343-370.1973, PMID 4202147, PMC 413822 (freier Volltext) – (englisch, Online). Mit Photos und Schemazeichnung.
  13. ↑ a b T. A. Sarma: Cyanophages, in: Handbook of Cyanobacteria, CRC Press, 2012, ISBN 1-4665-5941-1.
  14. ↑ Markus G. Weinbauer: Ecology of prokaryotic viruses. (PDF; 658 kB) In: FEMS Microbiology Reviews, Band 28, Nr. 2, 1. Mai 2004, Epub 27. Oktober 2003, S. 127–181. doi:10.1016/j.femsre.2003.08.001. Offenbar Gleichsetzung von „Cyanophage AS-1“ und „S-1“, in der Folge „Cyanostylovirus“ zu den Myoviren.
  15. ↑ Louis A. Sherman, Robert Haselkorn: LPP-1 infection of the blue-green alga Plectonema boryanum. I. Electron microscopy. J Virol Band 6, Nr. 6, Dezember 1970, S. 820–833, doi:10.1128/JVI.6.6.820-833.1970, PMC 376200 (freier Volltext), PMID 4992998.
  16. ↑ Louis A. Sherman, Robert Haselkorn: LPP-1 infection of the blue-green alga Plectonema boryanum. II. Viral Deoxyribonucleic Acid Synthesis and Host Deoxyribonucleic Acid Breakdown. J Virol Band 6, Nr. 6, Dezember 1970, S. 820–833, doi:10.1128/JVI.6.6.834-840.1970, PMC 376201 (freier Volltext), PMID 4992999.
  17. ↑ a b Sean Malcolm Brigden: Dynamics of Cyanophage Replication, Dissertation (Msc) am Department of Botany, University of British Columbia (UBC), Mai 2003, doi:10.14288/1.0091069.
  18. ↑ NCBI: Norovirus GIII (clade)
  19. ↑ NCBI: Sapovirus GIII (clade)
  20. ↑ Ronald Luftig, Robert Haselkorn: Comparison of blue-green algae virus LPP-1 and the morphologically related viruses GIII and coliphage T7, in: Virology, Band 34, Nr. 4, April 1968, S. 675–678, doi:10.1016/0042-6822(68)90088-3, PMID 5650701, ResearchGate
  21. ↑ Melvin J. Daft, J. Begg, W. D. P. Stewart: A Virus of Blue-Green Algae From Freshwater Habitats in Scotland, in: New Phytologist, Band 69, Nr. 4, Oktober 1970, S. 1029–1038, doi:10.1111/j.1469-8137.1970.tb02483.x.
  22. ↑ a b c d NCBI: Cyanobacteria phage AS-1 (spezies)
  23. ↑ a b NCBI: Anabaena phage N-1 (spezies)
  24. ↑ Ivan Y. Khudyakov, M. D. Kirnos, N. I. Alexandrushkina, B. F. Vanyushin: Cyanophage S-2L contains DNA with 2,6-diaminopurine substituted for adenine. In: Virology. 88. Jahrgang, Nr. 1, 1978, S. 8–18, PMID 676082 (englisch).
  25. ↑ Yan-Jiun Lee, Nan Dai, Shannon E. Walsh, Stephanie Müller, Morgan E. Fraser, Kathryn M. Kauffman, Chudi Guan, Ivan R. Corrêa Jr., Peter R. Weigele: Identification and biosynthesis of thymidine hypermodifications in the genomic DNA of widespread bacterial viruses. (PDF) In: PNAS, 16. März 2018; doi:10.1073/pnas.1714812115
  26. ↑ a b NCBI: Cyanophage S-2L (species)
  27. ↑ Andrew M. Kropinski et al.: The Sequence of Two Bacteriophages with Hypermodified Bases Reveals Novel Phage-Host Interactions. In: Viruses, Band 10, Nr. 5, Mai 2018, S. 217, doi:10.3390/v10050217, PMC 5977210 (freier Volltext), PMID 29695085.
  28. ↑ Yan Zhou, Xuexia Xu, Yifeng Wei, Yu Cheng, Yu Guo, Ivan Y. Khudyakov, Fuli Liu, Ping He, Zhangyue Song, Zhi Li, Yan Gao, Ee Lui Ang, Huimin Zhao, Yan Zhang, Suwen Zhao: A widespread pathway for substitution of adenine by diaminopurine in phage genomes. In: Science. 372. Jahrgang, Nr. 6541, 30. April 2021, doi:10.1126/science.abe4882 (englisch).
  29. ↑ Dona Sleiman, Pierre Simon Garcia, Marion Lagune, Jerome Loc’h, Ahmed Haouz, Najwa Taib, Pascal Röthlisberger, Simonetta Gribaldo, Philippe Marlière, Pierre Alexandre Kaminski: A third purine biosynthetic pathway encoded by aminoadenine-based viral DNA genomes. In: Science. 372. Jahrgang, Nr. 6541, 30. April 2021, doi:10.1126/science.abe6494 (englisch).
  30. ↑ Valerie Pezo, Faten Jaziri, Pierre-Yves Bourguignon, Dominique Louis, Deborah Jacobs-Sera, Jef Rozenski, Sylvie Pochet, Piet Herdewijn, Graham F. Hatfull, Pierre-Alexandre Kaminski, Philippe Marliere: Noncanonical DNA polymerization by aminoadenine-based siphoviruses. In: Science. 372. Jahrgang, Nr. 6541, 30. April 2021, doi:10.1126/science.abe6542 (englisch).
  31. ↑ Jacinta Bowler: Some Viruses Have a Completely Different Genome to The Rest of Life on Earth, auf: sciencealert vom 4. Mai 2021.
  32. ↑ Tina Hesman Saey: Some viruses thwart bacterial defenses with a unique genetic alphabet, auf: ScienceNews vom 5. Mai 2021.
  33. ↑ Patentanmeldung WO03093461A2: Genomic Library of Cyanophages S-2L and functional Analysis. Angemeldet am 28. April 2003, veröffentlicht am 13. November 2003, Anmelder: Pasteuer Institut et al, Erfinder: Philippe Marliere et al.‌
  34. ↑ M. H. V. van Regenmortel et al.: ICTV 7th Report (PDF; 857 kB) 2000.
  35. ↑ a b c Robert S. Safferman, R. E. Cannon, P. R. Desjardins, B. V. Gromov, R. Haselkorn, L. A. Sherman, M. Shilo: Classification and Nomenclature of Viruses of Cyanobacteria. In: Intervirology. 19. Jahrgang, Nr. 2, 1983, S. 61–66, doi:10.1159/000149339, PMID 6408019 (englisch).
  36. ↑ Roger Hull, Fred Brown, Chris Payne (Hrsg.): Virology: A Directory and Dictionary of Animal, Bacterial and Plant Viruses. Macmillan Reference Books, 1989, ISBN 978-1-349-07947-6; doi:10.1007/978-1-349-07945-2 books.google.de.
  37. ↑ Li Deng, Paul K. Hayes: Evidence for cyanophages active against bloom-forming freshwater cyanobacteria, in: Freshwater Biology Band 53, Nr. 6, Juni 2008, S. 1240–1252, doi:10.1111/j.1365-2427.2007.01947.x, ResearchGate.
  38. ↑ a b Mélanie Gerphagnon, Deborah J. Macarthur, Delphine Latour, Claire M. M. Gachon, Floris Van Ogtrop, Frank H. Gleason, Télesphore Sime-Ngando: Microbial players involved in the decline of filamentous and colonial cyanobacterial blooms with a focus on fungal parasitism, in: sfam Environmental Microbiology, Band 17, Nr. 8, 25. März 2015, S. 2573​–2587, doi:10.1111/1462-2920.12860; insbes.Supplement (PDF) (Memento desOriginals vom 12. Mai 2021 im Internet Archive)  Info: Der Archivlink wurde automatisch eingesetzt und noch nicht geprüft. Bitte prüfe Original- und Archivlink gemäß Anleitung und entferne dann diesen Hinweis.@1@2Vorlage:Webachiv/IABot/sfamjournals.onlinelibrary.wiley.com (PDF) Table 2.
  39. ↑ E-Bin Gao, Xiu-Ping Yuan, Ren-hui Li, Qi-Ya Zhang: Isolation of a novel cyanophage infectious to the filamentous cyanobacterium Planktothrix agardhii (Cyanophyceae) from Lake Donghu, China; in: Aquat Microb Ecol (AME), Band 54, Nr. 1, Februar 2009, S. 163–170; doi:10.3354/ame01266, int-res.com (PDF; 650 kB).
  40. ↑ NCBI: Planktothrix phage PaV-LD (species), equivalent: Planktothrix agardhii phage PaV-LD
  41. ↑ Lita M. Proctor, Jed A. Fuhrman: Viral mortality of marine bacteria and cyanobacteria. In: Nature. 343. Jahrgang, Nr. 6253, 1990, S. 60–62, doi:10.1038/343060a0, bibcode:1990Natur.343...60P (englisch).
  42. ↑ A. M. Q. King, E. Lefkowitz, M. J. Adams, E. B. Carstens: Virus Taxonomy Classification and Nomenclature of Viruses: Ninth Report of the International Committee on Taxonomy of Viruses. Elsevier, 2012, ISBN 978-0-12-384684-6.
  43. ↑ Adrian J. Gibbs: Molecular Bases of Virus Evolution. Cambridge University Press, 2005, ISBN 978-0-521-02289-7.
  44. ↑ R. Y. Stanier: Purification and properties of unicellular blue-green algae (order Chroocococcales). In: Bacteriological Reviews. 35. Jahrgang, Nr. 2, 1971, S. 171–205, doi:10.1128/MMBR.35.2.171-205.1971, PMID 4998365, PMC 378380 (freier Volltext) – (englisch).
  45. ↑ a b Matthew B. Sullivan, Maureen L. Coleman, Peter Weigele, Forest Rohwer, Sallie W. Chisholm: Three Prochlorococcus Cyanophage Genomes: Signature Features and Ecological Interpretations. In: PLOS Biology. 3. Jahrgang, Nr. 5, 19. April 2005, ISSN 1545-7885, S. e144, doi:10.1371/journal.pbio.0030144, PMID 15828858, PMC 1079782 (freier Volltext) – (englisch).
  46. ↑ a b c Robert S. Safferman, Theodor O. Diener, Paul R. Desjardins, M. E. Morris: Isolation and characterization of AS-1, a phycovirus infecting the blue-green algae, Anacystis nidulans and Synechococcus cedrorum. In: Virology. 47. Jahrgang, Nr. 1, 1972, S. 105–113, doi:10.1016/0042-6822(72)90243-7, PMID 4110125 (englisch).
  47. ↑ a b Robert S. Safferman, Mary-Ellen Morris: Growth Characteristics of the Blue-Green Algal Virus LPP-1. In: J. Bacteriol. 88. Jahrgang, Nr. 3, 1964, S. 771–775, doi:10.1128/JB.88.3.771-775.1964, PMID 14208517, PMC 277376 (freier Volltext) – (englisch).
  48. ↑ a b B. V. Gromov: Cyanophages. In: Annales de l’Institut Pasteur / Microbiologie. Band 134, Nr. 1, 1983, S. 43–59, doi:10.1016/s0769-2609(83)80096-9, PMID 6416127 (englisch).
  49. ↑ NCBI: Synechococcus phage S-PM2 (species)
  50. ↑ a b c d e f g John H. Paul, Matthew B. Sullivan: Marine phage genomics: what have we learned?, Curr. Op. in Biotechnology Band 16, Nr. 3, Juni 2005, S. 299–307; doi:10.1016/j.copbio.2005.03.007, PMID 15961031, PMC 15961031 (freier Volltext), siehe Fig. 3 (Genomkarte).
  51. ↑ NCBI: Synechococcus phage syn9 (species)
  52. ↑ NCBI: Cyanophage Syn9 (species)
  53. ↑ a b NCBI: Cyanophage S-SM1 (species)
  54. ↑ a b NCBI: Synechococcus virus S-SM1 (species)
  55. ↑ NCBI: Salacisavirus pssm2 (species)
  56. ↑ NCBI: Ronodorvirus ssm4 (species), equivalent: Prochlorococcus virus PSSM4.
  57. ↑ NCBI: Greenvirus ssm4 (species)
  58. ↑ NCBI: Synechococcus phage S-RSM2 (species)
  59. ↑ NCBI: Cyanophage S-BM4 (species)
  60. ↑ NCBI: Synechococcus phage S-WHM1 (specis)
  61. ↑ NCBI: Cyanophage S-RSM88 (species)
  62. ↑ Nien-Tai Hu, Teresa Thiel, Thomas H. Giddings, C.Peter Wolk: New Anabaena and Nostoc cyanophages from sewage settling ponds. In: Virology. 114. Jahrgang, Nr. 1, 1981, S. 236–246, doi:10.1016/0042-6822(81)90269-5, PMID 6269286 (englisch).
  63. ↑ a b I. R. Schneider, Theodor O. Diener, Robert S. Safferman: Blue-Green Algal Virus LPP-1: Purification and Partial Characterization. In: Science. 144. Jahrgang, Nr. 3622, 29. Mai 1964, ISSN 0036-8075, S. 1127–1130, doi:10.1126/science.144.3622.1127, PMID 14148431, bibcode:1964Sci...144.1127S (englisch).
  64. ↑ a b c d e David W. Johnson, Malcolm Potts: Host Range of LPP Cyanophages. In: International Journal of Systematic Bacteriology. Band 35, Nr. 1, 1985, S. 76–78, doi:10.1099/00207713-35-1-76 (englisch, microbiologyresearch.org [PDF]).
  65. ↑ a b NCBI: Synechococcus virus Syn5 (species)
  66. ↑ a b c Sijun Huang et al.: Temporal transcriptomes of a marine cyanopodovirus and its Synechococcus host during infection, in: MicrobiologyOpen, 30. Dezember 2020, doi:10.1002/mbo3.1150.
  67. ↑ NCBI: Synechococcus phage S-RIP2 (species)
  68. ↑ NCBI: Synechococcus virus P60 (species)
  69. ↑ NCBI: Prochlorococcus virus PSSP7 (species)
  70. ↑ NCBI: Synechococcus phage S-SBP1 (species)
  71. ↑ a b NCBI: unclassified Teseptimavirus (list)
  72. ↑ NCBI: Synechococcus virus 11bc6 (species)
  73. ↑ NCBI: Prochlorococcus virus 4f (species)
  74. ↑ a b Sijun Huang, Si Zhang, Nianzhi Jiao, Feng Chen: Comparative Genomic and Phylogenomic Analyses Reveal a Conserved Core Genome Shared by Estuarine and Oceanic Cyanopodoviruses. In: PLOS ONE, 16. November 2015, doi:10.1371/journal.pone.0142962.
  75. ↑ Itai Sharon et al.: Viral photosynthetic reaction center genes and transcripts in the marine environment, in: The ISME Journal Band 1, S. 492–501, Oktober 2007, doi:10.1038/ismej.2007.67.
  76. ↑ Ruth-Anne Sandaa et al.: Photosynthetic genes in viral populations with a large genomic size range from Norwegian coastal waters, in: FEMS Microbiology Ecology, Band 63, Nr. 1, 1. Januar 2008, S. 2–11, doi:10.1111/j.1574-6941.2007.00400.x.
  77. ↑ Stephen Tucker, Peter Pollard: Identification of Cyanophage Ma-LBP and Infection of the Cyanobacterium Microcystis aeruginosa from an Australian Subtropical Lake by the Virus. In: ASM Applied and Environmental Microbiology, Band 71, Nr. 2, 3. Februar 2005, S. 629–635,doi:10.1128/AEM.71.2.629-635.2005.
  78. ↑ NCBI: Cyanophage Ma-LEP, equivalent: Microcystis phage Ma-LEP (species)
  79. ↑ Xuewen Jiang, Chanhee Ha, Seungjun Lee, Jinha Kwon, Hanna Cho, Tyler Gorham, Jiyoung Lee: Characterization of Cyanophages in Lake Erie: Interaction Mechanisms and Structural Damage of Toxic Cyanobacteria. In: Toxins (Basel), Band 11, Nr. 8, 26. Juli 2019, S. 444; doi:10.3390/toxins11080444, PMID 31357465, PMC 6722964 (freier Volltext), ResearchGate.
  80. ↑ NCBI: Cyanophage PSS2 (species)
  81. ↑ NCBI: Cyanophage KBS-S-2A (species)
  82. ↑ NCBI: Cyanophage MED4-117 (species)
  83. ↑ NCBI: Prochlorococcus marinus subsp. pastoris str. CCMP1986 (strain)
  84. ↑ Robert S. Safferman, I. R. Schneider, R. L. Steere, M. E. Morris, T. O. Diener: Phycovirus SM-1: A virus infecting unicellular blue-green algae. In: Virology. 37. Jahrgang, Nr. 3, 1969, S. 386–397, doi:10.1016/0042-6822(69)90222-0, PMID 5777559 (englisch).
  85. ↑ K. G. Orkwiszewski, A. R. Kaney: Genetic transformation of the blue-green bacterium, Anacystis nidulans. In: Arch Mikrobiol. 98. Jahrgang, Nr. 1, Juni 1974, S. 31–37, doi:10.1007/BF00425265, PMID 4209657 (englisch).
  86. ↑ AlgaeBase: Microcystis
  87. ↑ Netzblaualge (Microcystis sp.), auf: PlingFactory (Fachbereich Biologie des Städtischen Gymnasiums Gevelsberg)
  88. ↑ a b John A. Fox, S. J. Booth, Eugene L. Martin: Cyanophage SM-2: A new blue-green algal virus. In: Virology. 73. Jahrgang, Nr. 2, 1976, S. 557–560, doi:10.1016/0042-6822(76)90420-7, PMID 8869 (englisch).
  89. ↑ NCBI: Cyanophage S-SM2 (species)
  90. ↑ M. M. Muradov, G. V. Cherkasova, D. U. Akhmedova, Faina Kamilova, R. S. Mukhamedov, A. A. Abdukarimov, A. G. Khalmuradov: Comparative characteristics of NP-1T cyanophages causing lysis of nitrogen-fixing Nostoc and Plectonema cultures. In: Microbiology. 59. Jahrgang, Nr. 5, Januar 1990, S. 558–563 (englisch). (Translation of Mikrobiologiya 59, S. 819–826).
  91. ↑ S. Ya. Koza'yakov: Cyanophages of the series A(L) specific for the blue-green alga Anabaena variabilis. In: Experimental Algology. Nr. 25, 1977, S. 151–171 (englisch). Eksperimental'naya al'gologiya. Trudi Petergof Biological Institute, Leningrad State University.
  92. ↑ a b C. Chénard C, J. F. Wirth, C. A. Suttle: Viruses Infecting a freshwater filamentous cyanobacterium (Nostoc sp.) encode a functional CRISPR array and a proteobacterial DNA polymerase B. In: mBio. 7. Jahrgang, 2016, S. e00667–16, doi:10.1128/mBio.00667-16, PMID 27302758, PMC 4916379 (freier Volltext) – (englisch, mbio.asm.org (Memento desOriginals vom 12. Mai 2021 im Internet Archive) [abgerufen am 12. Mai 2021]).  Info: Der Archivlink wurde automatisch eingesetzt und noch nicht geprüft. Bitte prüfe Original- und Archivlink gemäß Anleitung und entferne dann diesen Hinweis.@1@2Vorlage:Webachiv/IABot/mbio.asm.org
  93. ↑ a b Sabah A. A. Jassim, Richard G. Limoges: Impact of external forces on cyanophage–host interactions in aquatic ecosystems. In: World Journal of Microbiology and Biotechnology. 29. Jahrgang, Nr. 10, 1. Oktober 2013, ISSN 0959-3993, S. 1751–1762, doi:10.1007/s11274-013-1358-5, PMID 23619821 (englisch).
  94. ↑ a b c d Aaron Kaplan: Cyanophages: Starving the Host to Recruit Resources. In: Cell. 26. Jahrgang, Nr. 12, 2016, S. R511–R513, doi:10.1016/j.cub.2016.04.030, PMID 27326715 (englisch).
  95. ↑ K. G. Raghothama, A. S. Karthikeyan: Phosphate acquisition, in: Plant and Soil, Juli 2005, Band 274, Nr. 37,: S. 37–49, doi:10.1007/s11104-004-2005-6.
  96. ↑ a b c d Jeremy A. Frank, Don Lorimer, Merry Youle, Pam Witte, Tim Craig, Jan Abendroth, Forest Rohwer, Robert A. Edwards, Anca M. Segall: Structure and function of a cyanophage-encoded peptide deformylase. In: The ISME Journal. 7. Jahrgang, Nr. 6, 1. Juni 2013, ISSN 1751-7362, S. 1150–1160, doi:10.1038/ismej.2013.4, PMID 23407310, PMC 3660681 (freier Volltext) – (englisch).
  97. ↑ a b c Tianchi Ni, Qinglu Zeng: Diel Infection of Cyanobacteria by Cyanophages. In: Frontiers in Marine Science. 2. Jahrgang, 1. Januar 2016, ISSN 2296-7745, doi:10.3389/fmars.2015.00123 (englisch, ust.hk [PDF]).
  98. ↑ a b Alexander B. Westbye, Kevin Kuchinski, Calvin K. Yip, J. Thomas Beatty: The Gene Transfer Agent RcGTA Contains Head Spikes Needed for Binding to the Rhodobacter capsulatus Polysaccharide Cell Capsule. In: Journal of Molecular Biology. 428. Jahrgang, 2B, 29. Januar 2016, S. 477–491, doi:10.1016/j.jmb.2015.12.010, PMID 26711507 (englisch).
  99. ↑ Desislava A. Raytcheva, Cameron Haase-Pettingell, Jacqueline Piret, Jonathan A. King: Two Novel Proteins of Cyanophage Syn5 Compose Its Unusual Horn Structure. In: ASM Journal of Virology. 88. Jahrgang, Nr. 4, 15. Februar 2014, ISSN 0022-538X, S. 2047–2055, doi:10.1128/JVI.02479-13, PMID 24307583, PMC 3911526 (freier Volltext) – (englisch, jvi.asm.org (Memento desOriginals vom 11. Mai 2021 im Internet Archive) [abgerufen am 12. Mai 2021]).  Info: Der Archivlink wurde automatisch eingesetzt und noch nicht geprüft. Bitte prüfe Original- und Archivlink gemäß Anleitung und entferne dann diesen Hinweis.@1@2Vorlage:Webachiv/IABot/jvi.asm.org Epub 31. Januar 2014, insbes.Fig. 1 (Memento desOriginals vom 11. Mai 2021 im Internet Archive)  Info: Der Archivlink wurde automatisch eingesetzt und noch nicht geprüft. Bitte prüfe Original- und Archivlink gemäß Anleitung und entferne dann diesen Hinweis.@1@2Vorlage:Webachiv/IABot/jvi.asm.org (mit A: Photo, B: Schemazeichnung).
  100. ↑ Lauren McDaniel, Lee A. Houchin, Shannon J. Williamson, John P. Paul: Plankton blooms – Lysogeny in marine Synechococcus. In: Nature. 415. Jahrgang, Nr. 6871, 2002, S. 496, doi:10.1038/415496a, PMID 11823851, bibcode:2002Natur.415..496M (englisch).
  101. ↑ Alice C. Ortmann, Janice E. Lawrence, Curtis A. Suttle: Lysogeny and lytic viral production during a bloom of the cyanobacterium Synechococcus spp. In: Microbial Ecology. 43. Jahrgang, Nr. 2, 2002, S. 225–231, doi:10.1007/s00248-001-1058-9, PMID 12023729 (englisch).
  102. ↑ Ian J. Campbell, Jose Luis Olmos Jr., Weijun Xu, Dimithree Kahanda, Joshua T. Atkinson, Othneil Noble Sparks, Mitchell D. Miller, George N. Phillips Jr., George N. Bennett, Jonathan J. Silberg:Prochlorococcus phage ferredoxin: Structural characterization and electron transfer to cyanobacterial sulfite reductases (Memento desOriginals vom 4. Oktober 2020 im Internet Archive)  Info: Der Archivlink wurde automatisch eingesetzt und noch nicht geprüft. Bitte prüfe Original- und Archivlink gemäß Anleitung und entferne dann diesen Hinweis.@1@2Vorlage:Webachiv/IABot/www.jbc.org – Phage Fd characterization and host SIR interactions, in: J. Biol. Chem., ASBMB Publications, 19. Mai 2020, doi:10.1074/jbc.RA120.013501,jbc.org (Memento desOriginals vom 7. Juni 2020 im Internet Archive)  Info: Der Archivlink wurde automatisch eingesetzt und noch nicht geprüft. Bitte prüfe Original- und Archivlink gemäß Anleitung und entferne dann diesen Hinweis.@1@2Vorlage:Webachiv/IABot/www.jbc.org (PDF). Siehe auch:
  103. ↑ a b F. Partensky, W. R. Hess, D. Vaulot: Prochlorococcus, a Marine Photosynthetic Prokaryote of Global Significance. In: Microbiology and Molecular Biology Reviews. 63. Jahrgang, Nr. 1, 1. März 1999, ISSN 1092-2172, S. 106–127, doi:10.1128/MMBR.63.1.106-127.1999, PMID 10066832, PMC 98958 (freier Volltext) – (englisch).
  104. ↑ a b Thibault Varin, Connie Lovejoy, Anne D. Jungblut, Warwick F. Vincent, Jacques Corbeila: Metagenomic profiling of Arctic microbial mat communities as nutrient scavenging and recycling systems. In: Limnology and Oceanography. 55. Jahrgang, Nr. 5, 2010, S. 1901–1911, doi:10.4319/lo.2010.55.5.1901, bibcode:2010LimOc..55.1901V (englisch).
  105. ↑ Kai Cheng, Yijun Zhao, Xiuli Du, Yaran Zhang, Shubin Lan, Zhengli Shi: Solar radiation-driven decay of cyanophage infectivity, and photoreactivation of the cyanophage by host cyanobacteria. In: Aquatic Microbial Ecology. 48. Jahrgang, Nr. 1, 20. Juni 2007, S. 13–18, doi:10.3354/ame048013 (englisch).
  106. ↑ a b c Kui Wang, K. Eric Wommack, Feng Chen: Abundance and Distribution of Synechococcus spp. and Cyanophages in the Chesapeake Bay. In: Applied and Environmental Microbiology. 77. Jahrgang, Nr. 21, 1. November 2011, ISSN 0099-2240, S. 7459–7468, doi:10.1128/AEM.00267-11, PMID 21821760, PMC 3209163 (freier Volltext) – (englisch).
  107. ↑ a b Markus Weinbauer, Feng Chen, Steven Wilhelm: Virus-Mediated Redistribution and Partitioning of Carbon in the Global Oceans. In: Microbial Carbon Pump in the Oceans. 2011, S. 54–56 (englisch, researchgate.net).
  108. ↑ Bettina E. Schirrmeister, Alexandre Antonelli, Homayoun C. Bagheri: The origin of multicellularity in cyanobacteria. In: BMC Evolutionary Biology. 11. Jahrgang, 1. Januar 2011, ISSN 1471-2148, S. 45, doi:10.1186/1471-2148-11-45, PMID 21320320, PMC 3271361 (freier Volltext) – (englisch).
  109. ↑ Birgitta Bergman, Gustaf Sandh, Senjie Lin, John Larsson, Edward J. Carpenter: Trichodesmium – a widespread marine cyanobacterium with unusual nitrogen fixation properties. In: FEMS Microbiology Reviews. 37. Jahrgang, Nr. 3, 1. Mai 2013, ISSN 0168-6445, S. 286–302, doi:10.1111/j.1574-6976.2012.00352.x, PMID 22928644, PMC 3655545 (freier Volltext) – (englisch).
  110. ↑ A. K. Kashyap, A. N. Rai, Surendra Singh: Effect of cyanophage N-1 development on nitrogen metabolism of cyanobacterium Nostoc muscorum. In: FEMS Microbiology Letters. 51. Jahrgang, Nr. 2–3, 1. Juni 1988, ISSN 0378-1097, S. 145–148, doi:10.1111/j.1574-6968.1988.tb02986.x (englisch).
  111. ↑ a b Lucas J. Beversdorf, Todd R. Miller, Katherine D. McMahon: The Role of Nitrogen Fixation in Cyanobacterial Bloom Toxicity in a Temperate, Eutrophic Lake. In: PLOS ONE. 8. Jahrgang, Nr. 2, 6. Februar 2013, ISSN 1932-6203, S. e56103, doi:10.1371/journal.pone.0056103, PMID 23405255, PMC 3566065 (freier Volltext), bibcode:2013PLoSO...856103B (englisch).
  112. ↑ a b Jed A. Fuhrman, Curtis A. Suttle: Viruses in marine planktonic systems. In: Oceanography. 6. Jahrgang, Nr. 2, 1993, S. 51–63, doi:10.5670/oceanog.1993.14 (englisch).
  113. ↑ Laura S. Frost, Raphael Leplae, Anne O. Summers, Ariane Toussaint: Mobile genetic elements: the agents of open source evolution. In: Nature Reviews Microbiology. 3. Jahrgang, Nr. 9, 2005, S. 722–732, doi:10.1038/nrmicro1235, PMID 16138100 (englisch).

Auf dieser Seite verwendete Medien

Caudovirales.svg
Autor/Urheber: Ninjatacoshell, Lizenz: CC BY-SA 4.0
A basic diagram of the three basic morphotypes of the virus class Caudoviricetes, from left to right: myovirus, podovirus, and siphovirus.
Cyanophages.png
Autor/Urheber: see source, Lizenz: CC BY 2.5

Electron Micrograph of Negative-Stained Prochlorococcus Myoviruses P-SSM2 and P-SSM4.

Myovirus P-SSM2 with (A) non-contracted tail and (B) contracted tail, and myovirus P-SSM4 with (C) contracted tail and (D) non-contracted tail. Note the T4-like capsid, baseplate, and tail structure in both myoviruses. Scale bars indicate 100 nm.
Anabaena circinalis.jpg
Autor/Urheber: Bdcarl, Lizenz: CC BY-SA 3.0
Anabaena circinalis 1
Phage S-PM2.png
Autor/Urheber: (Image: Hans-Wolfgang Ackermann), Lizenz: CC BY 2.5
A Transmission Electron Microscope Image of the Synechococcus Phage S-PM2
232757 web prochlorococcus marinus phage P-SSM2 Fd.jpg
Autor/Urheber: Illustration by Ian Campbell/Rice University, Lizenz: CC BY-SA 4.0
When the phage P-SSM2 Fd (pink) infects the Prochlorococcus marinus cyanobacteria, it produces a ferredoxin protein that hooks into the bacteria's existing electrical structure and alters its metabolism.